Спирт-формол по Шаферу

· 10 % нейтральный формалин, который готовят из 1 части нейтрального 40 % формалина и

· 2—3 частей 96 % спирта.

Продолжительность фиксации 24-48 ч. Дальнейшая промывка в воде не требуется, и материал сразу же помещают в 96 % спирт.

Кальций-формол по Бейкеру (Проверено) используют для фиксации липидов.

· 10 мл 40% формалина + 90 мл дистиллированной воды.

· 1 г хлорида кальция.

Растворы смешивают.

Продолжительность фиксации 24—48 ч при 20°С.

Для гистохимических исследований с успехом применяют фиксатор Бейкера, приготовленный из параформальдегида.

· К 50 г параформальдегида и 500 мл дистиллированной воды добавляют с одновременным встряхиванием несколько капель 1 н. гидроксида натрия до исчезновения осадка.

· 10 г хлорида кальция + 500 мл дистиллированной воды.

Растворы А и Б смешивают, добавляют 0,5 г активированного угля. Перед использованием фильтруют.

Продолжительность фиксации 24—48 ч при 20 °С.

Используется также фиксатор Карнуа, в состав которого входят

· 75 мл 100 % спирта

· 25 мл ледяной уксусной кислоты

Условия фиксации те же. В случае отсутствия этилового спирта вместо жидкости Карнуа можно использовать смесь следующего состава:

· Изопропиловый спирт 60мл

· Пропионовая кислота 30м

· Ацетон 10мл

· Диоксан 10мл

Продолжительность фиксации 12-24 ч при 20 °С; для промывки и обезвоживания применяют изопропиловый спирт.

Жидкость Ценкера — сулемовая смесь.

· Бихромат калия 2,5г

· Сульфат натрия 1 г

· Дистиллированная вод100мл(это-жидкость Мюллера).

· Сулема 5г

· Ледяная уксусная кислота 5мл

Ледяную уксусную кислоту можно заменить нейтральным 10 % формалином (фиксатор Максимова, ценкер-формол). Продолжительность фиксации 1—24 ч при 20°С. После фиксации материал в течение 12—24 ч отмывают в проточной воде и помещают в йодированный 70% спирт для удаления остатков сулемы. При добавлении 10 мл 2 % раствора тетраоксида осмия хорошо фиксируются и окрашиваются липиды.

В последнее время для гистологических исследований часто применяют глутаровый альдегид, параформальдегид, фиксаторы Ито, Замбони и др., особенно в тех случаях, когда материал предназначается одновременно для нескольких видов исследования (иммуноморфологического, электронно-микроскопического), а его количество ограничено, например, при пункционных биопсиях.

ПРАВИЛА РАБОТЫ С ФИКСАТОРАМИ

Практически все фиксаторы относятся к токсичным веществам (альдегиды, ацетоны, спирты), некоторые ядовиты (сулема, тетраоксид осмия, метанол), поэтому необходимо соблюдать правила техники безопасности при работе с реактивами, которые используют в гистологической практике.

Фиксацию и вырезку материала необходимо производить в вытяжном шкафу. Материал, извлеченный из фиксатора, содержащего формалин, желательно в течение нескольких минут промыть в проточной воде, так как пары формалина оказывают раздражающее действие на слизистые оболочки глаз и органов дыхания.

БЫСТРАЯ ФИКСАЦИЯ МАТЕРИАЛА СРОЧНЫХ БИОПСИЙ

Доставленный в лабораторию материал в случае необходимости вырезают или разрезают на несколько кусочков и фиксируют с помощью одного из способов быстрой фиксации. Если возможно, то следует часть материала сохранить для изготовления постоянных препаратов.

1. Материал помещают в металлический сосуд с ручкой и заливают теплым 10% нейтральным формалином, доводят до кипения, затем промывают проточной водой в течение 2—5 мин и режут на замораживающем микротоме или криостате.

2. Кусочки фиксируют в 100 % ацетоне в термостате при 56°С в течение 15 мин, затем помещают в хлороформ или ксилол для последующей заливки в парафин.

3. Материал фиксируют в смеси 10 % нейтрального формалина и 96 % спирта (1:1) в течение 15 мин при 56°С, затем промывают в 96 % спирте и обезвоживают в 100 % спирте.

4. М. Vinci и соавторы (1990) предложили метод фиксации кусочков ткани объемом 0,5—1 см³ с применением микроволновой техники. Материал в растворе альдегида помещают на 20с в микроволновуюпечь (2,5 Гц/500 В), а затем оставляют на 10— 30 мин при комнатной температуре в том же фиксаторе. Микроволновое излучение способствует быстрому проникновению альдегидов в клетки и ткани, в результате чего улучшается качество фиксации. Этот способ позволяет проводить не только обычные гистологические, но и ультраструктурные цитохимические, иммуноморфологические исследования, а также рентгенологический микроанализ.

ВОЗМОЖНЫЕ АРТЕФАКТЫ, СВЯЗАННЫЕ С ФИКСАЦИЕЙ, И ИХ УСТРАНЕНИЕ

При фиксации формалином, особенно кислым, возможно появление в срезах темно-коричневого пигмента в виде зернышек или глыбок (результат реакции формалина с гемоглобином ткани). Пигмент удаляют, помещая срезы на 15—20 мин в 1—5 % раствор аммиака или 70 % спирт. После промывания водой препарат можно окрашивать. Хорошо удаляется пигмент в растворе 1 % гидроксида калия в 80 % спирте (1:25): после 10-минутной экспозиции препарат промывают в проточной воде в течение 5 мин.

В случаях значительного уплотнения ткани в результате слишком продолжительной фиксации кусочки помещают на 1—2 ч в 10% раствор лимонной кислоты, в результате чего материал становится более мягким и пригодным для исследования.

Кристаллический осадок, образующийся после фиксации с применением сулемы, удаляют из кусочков или лучше срезов с помощью йодированного 70 % спирта.