Регулирования

Изучение адаптации организма на ранних этапах онтогенеза к абиотическим факторам имеет большое значение для разработки приёмов направленного воздействия на процесс развития при искусственном воспроизводстве рыб.

Из всех абиотических факторов наиболее обычным и сильным по своему воздействию на рыб является температура. Причём с энергетических позиций развитие эмбрионов при пониженной температуре более экономично, чем при повышенной. Разница в приросте эмбрионов, например, превышает разницу в резорбции желточного мешка.

Сложный характер воздействия температуры на процессы развития, а также данные о различной чувствительности эмбрионов на отдельных этапах и стадиях свидетельствуют о наличии оптимальных температур для каждого этапа развития. Под оптимальными следует понимать такие температуры, при которых наблюдается наибольшая скорость метаболизма на отдельных этапах без нарушения морфогенеза.

Температурные условия, при которых проходит эмбриональное развитие в естественных условиях и при существующих методах инкубации икры, практически никогда не соответствуют оптимальным и не способствуют максимальному проявлению ценных для вида и человека признаков и полному раскрытию потенциальных возможностей ценных промысловых рыб. Однако поиск «оптимальных» температурных (или иных) условий развития методически сложен, тем более что обычно принятый в таких случаях критерий «выживаемости» не даёт возможности чётко установить эти условия.

Как же можно определить оптимальные температуры?

Оптимальные температуры развития можно определить, оценивая интенсивность обменных процессов на отдельных этапах (при строгом морфологическом контроле) по изменениям потребления кислорода как интегральной характеристики скорости метаболических реакций при разных температурах. Минимальное потребления кислорода за определённую стадию развития будет соответствовать оптимальной температуре.

Установлено, что в процессе развития оптимальная температура для весенне-нерестующих рыб повышается, для осенне-нерестующих — понижается. Причём уже на этапе формирования кровеносной системы она лежит за пределами температур, при которых происходит развитие в естественных условиях. Величина зоны оптимальных температур по мере развития расширяется и достигает наибольших размеров перед вылуплением.

Определение оптимальных температурных условий развития позволяет не только усовершенствовать методику инкубации (выдерживания предличинок. подращивания личинок и выращивания молоди), но и открывает возможности разработки приёмов и методов направленного воздействия на процессы развития, получения эмбрионов с заданными морфофункциональными свойствами и заданных размеров.

Температура воды в период эмбрионального развития оказывает большое влияние не только на его общую продолжительность, но и на степень сформированности эмбриона и его размеры. Вычислены оптимальные параметры уравнений, позволяющих прогнозировать продолжительность развития на отдельных этапах при разной температуре инкубации, и предложено их использование для прогнозирования скорости развития икры и конечных количественных показателей эмбриона в момент вылупления при заданных температурных условиях инкубации на рыбоводных предприятиях. Биологической основой этих разработок являются представления об относительной независимости роста и развития собственно эмбриона от процессов утилизации желтка н, соответственно, о разном характере изменения динамики этих процессов под влиянием температуры. Так, при инкубации икры атлантического лосося с применением описанного метода удалось сократить длительность инкубации с 80-200 до 45 суток и получить нормальных жизнеспособных предличинок.

Развитие эмбрионов рыб происходит при постоянном потреблении из внешней среды кислорода и выделении диоксида углерода. Постоянным продуктом экскреции эмбрионов является также аммиак, возникающий в организме в процессе распада белков. Диапазоны концентраций кислорода, в пределах которых возможно развитие эмбрионов разных видов рыб, существенно различаются, причём концентрации кислорода, соответствующие верхним границам этих диапазонов, намного превышают те. которые встречаются в природе, Так, для судака минимальная и максимальная концентрации кислорода, при которых ещё происходит развитие эмбрионов и вылупление предличинок, составляют соответственно 2,0 и 42,7 мг/л.

Установлено, что с увеличением содержания кислорода в диапазоне от нижней летальной границы до величин, значительно превышающих его естественное содержание, скорость развития эмбрионов закономерно возрастает. Однако при чрезмерном увеличении со- держания кислорода эмбриогенез замедляется или даже полностью останавливается.

Эмбрионы, инкубируемые при различных концентрациях кислорода, существенно различаются по степени их развития при вылуплении. Большие различия наблюдаются также в характере морфофункциональных изменений, возникающих у эмбрионов в условиях недостатка и избытка кислорода.

При пониженных концентрациях кислорода наиболее типичные аномалии выражаются в деформациях тела и непропорциональном развитии и даже отсутствии отдельных органов, появлении кровоизлияний в области крупных сосудов, образовании водянок на теле и желточном мешке.

Наиболее характерным морфологическим нарушением, возникающим у эмбрионов при повышенных концентрациях кислорода, является резкое ослабление или даже полное подавление эритроцитарного кроветворения. Так, у эмбрионов щуки, развивавшихся при концентрации кислорода 42-45 мг/л, к концу эмбриогенеза эритроциты в кровяном русле исчезают полностью. Наряду с отсутствием эритроцитов наблюдаются и другие существенные дефекты: прекращается мышечная моторика, утрачивается способность реагировать на внешние раздражения и освобождаться от оболочек.

Развитие эмбрионов рыб возможно в весьма широком диапазоне концентраций диоксида углерода, причём величины концентраций, соответствующие верхним границам этих диапазонов, намного превышают те, с которыми эмбрионы сталкиваются в природных условиях. Однако при избытке диоксида углерода в воде количество нормально развивающихся эмбрионов снижается. В опытах было показано, что увеличение концентрации диоксида углерода в воде с 6,5 до 203,0 мг/л вызывает снижение выживаемости эмбрионов кеты с 86,0 до 2,0%, а при концентрации диоксида углерода 243 мг/л — все эмбрионы погибают в процессе инкубации.

Установлено увеличение гибели эмбрионов леща и других видов рыб (плотва, синец, густера) при концентрации диоксида углерода 12,1-15,4 по сравнению с концентрацией 5,2-5,7 мг/л. Доказано также, что увеличение гибели эмбрионов этих рыб наблюдается при снижении концентрации диоксида углерода до 2,3-2,8 мг/л.

Таким образом, как значительное увеличение, так и снижение концентрации диоксида углерода оказывает на развитие эмбрионов рыб отрицательное влияние, что даёт основание считать диоксид углерода необходимым компонентом развития. Роль диоксида углерода в эмбриогенезе рыб многообразна. Увеличение содержания диоксида углерода в воде усиливает мышечную моторику и его наличие в среде необходимо для поддержания определённого уровня двигательной активности эмбрионов. Присутствие диоксида углерода в тканях облегчает также диссоциацию оксигемоглобина эмбрионов, благодаря чему обеспечивается необходимое напряжение кислорода в тканях. Кроме того, диоксид углерода может повторно включаться в органические соединения тела.

Аммиак у костистых рыб является основным продуктом азотистой экскреции как в период эмбриогенеза, так и во взрослом состоянии. В воде аммиак существует в двух формах: в форме недиссоциированных молекул NH3, и в форме ионов аммония NH4. Соотношение между количеством этих форм существенно зависит от температуры и рН. С увеличением температуры и рН количество NH3 резко возрастает. Токсическое действие на рыб оказывает преимущественно NH3. Действие аммиака на эмбрионов форели и лосося вызывает появление у них нарушений в развитии: вокруг всего желточного мешка появляется полость, заполненная голубоватой жидкостью, в головном отделе образуются кровоизлияния, постепенно снижается двигательная активность. Ионы аммония в концентрации 3,0 мг/л вызывают замедление линейного роста и увеличение массы тела эмбрионов горбуши. Вместе с тем, нужно иметь в виду, что аммиак у костистых рыб может вторично включаться в реакции обмена с образованием нетоксических продуктов.

Водородный показатель (рН) играет существенную роль и различных физиологических процессах у рыб. В инкубационных аппаратах этот показатель из-за ограниченности пространства подвергается сильным изменениям, что связано с накоплением в воде продуктов метаболизма эмбрионов, снижающих рН воды (происходит закисление). В связи с этим во время инкубации икры необходимо контролировать рН среды, а также корректировать его путём добавления щёлочи, поддерживая в диапазоне 6,5-7,5.

Перед подачей воды в инкубационные аппараты её необходимо очищать и обезвреживать, используя отстойники, фильтры грубой и тонкой очистки, бактерицидные установки. На развитие эмбрионов могут отрицательно влиять используемая в инкубационных аппаратах латунная сетка, а также свежая древесина. Это влияние особенно проявляется, если не обеспечена достаточная проточность. Воздействие латунной сетки (точнее, ионов меди и цинка) вызывает угнетение роста и развития, снижает жизнестойкость эмбрионов. Воздействие веществ, экстрагируемых из древесины, приводит к возникновению водянки и аномалиям в развитии разных органов.

Для нормального развития эмбрионов необходима проточность. Отсутствие проточности или её недостаточность оказывают на эмбрионов такое же действие, как недостаток кислорода и избыток диоксида углерода. Если у поверхности эмбрионов не происходит смены воды, то диффузия кислорода и диоксида углерода через оболочку не обеспечивает необходимой интенсивности газообмена и эмбрионы испытывают недостаток кислорода, несмотря на нормальное насыщение им воды в инкубационном аппарате. Эффективность водообмена в большей степени зависит от циркуляции воды вокруг каждой икринки, чем от общего количества поступающей воды и скорости её в инкубационном аппарате. Эффективный водообмен во время инкубации икры в неподвижном состоянии (икра лососевых) создаётся при циркуляции воды перпендикулярно плоскости рамок с икрой — снизу вверх с интенсивностью в пределах 0,6-1,6 см/с. Этому условию в полной мере отвечает инкубационный аппарат ИМ, имитирующий условия водообмена в естественных нерестовых гнёздах.

Для инкубации эмбрионов белуги и севрюги оптимальным считается расход воды в пределах 100-500 и 50-250 мл на одного эмбриона в сутки соответственно. Перед вылуплением предличинок в инкубационных аппаратах увеличивают расход воды с целью обеспечения нормальных условий газообмена и удаления продуктов метаболизма.

В последнее время большое значение приобретает вопрос о возможности выращивания проходных рыб в солоноватой воде с самого начала их развития. Известно, что небольшая солёность (3-7‰) губительна для патогенных бактерий, грибков и оказывает благоприятное воздействие на развитие и рост рыб. Установлено, что эмбрионы сёмги и микижи обладают довольно высокой стойкостью к солёности и выдерживают 6-7‰ во время набухания икры, 15 – 19 на этапах дробления и гаструляции, 20–26 с этапа органогенеза до перехода к печеночно-желудочному кровообращению, 10-13‰ перед вылуплением. В воде солёностью 6-7‰ не только снижается отход развивающихся нормальных эмбрионов и ускоряется рост молоди, но и развивается перезревшая икра, которая погибает в пресной воде. Отмечена также повышенная стойкость эмбрионов, развивающихся в солоноватой воде, к механическим воздействиям.

Влияние света. При проведении инкубации необходимо учитывать приспособленность эмбрионов и предличинок различных видов рыб к освещению. Например, для эмбрионов лососевых свет губителен, поэтому инкубационные аппараты должны быть затемнены. Инкубация икры осетровых в полной темноте приводит к задержке развития. Воздействие прямого солнечного света вызывает угнетение роста и развития эмбрионов осетровых и снижение жизнеспособности предличинок. Связано это с тем. что икра осетровых в естественных условиях развивается в мутной воде и на значительной глубине, то есть при слабом освещении. Поэтому при искусственном воспроизводстве инкубационные аппараты следует защищать от прямого солнечного света, так как он может вызвать повреждение эмбрионов и появление уродов.

Повышение жизнестойкости эмбрионов. В процессе эмбрионального развития часть эмбрионов погибает по многим причинам, определяющим условия инкубации. С целью снижения гибели эмбрионов и предличинок используют различные способы повышения их выживаемости. Жизнестойкость эмбрионов может быть повышена применением кротонолактона. Этот препарат не является канцерогеном или аллергеном, не кумулируется в организме рыб. Он обладает бактерицидным и бактериостатическим свойствами, увеличивает естественную резистентность рыб к болезням различной этиологии, увеличивает выживаемость.

Эффективное повышение выживаемости эмбрионов может быть достигнуто применением различных веществ с антиоксидантными свойствами. Наиболее изучено действие таких антиоксидантов, как этоксихин (синонимы: сантоквин, этоксиквин), бутилированный окситолуол (БОТ), нифлекс-Д, гваяколовая кислота, проилгаллат, дидулин, гидрохинон и др. Обрабатывают икру после осеменения многокомпонентными смесями водных растворов антиоксидантов и синергистов антноксидантного действия.

Естественными регуляторами в раннем онтогенезе у рыб являются витамины. Из них витамин Е – естественный антиоксидант, а витамины группы В (В1 – тиамин, В2 – рибофлавин, В₃ – никотинамид, В5 – пантотеновая кислота, В6 – пиридоксин, В12 – цианкобаламин, а также фолиевая кислота) нормализуют многие физиологические процессы, в том числе рост. Более того, при обработке икры лососевых рыб, например, на заключительных стадиях эмбриогенеза раствором витамина В12, в концентрациях 0,4-1,0 мг/л (экспозиция 2–6 ч) повышается не только жизнестойкость предличинок и личинок, но и их токсикорезистентность к ядам органической и неорганической природы, что очень важно в условиях антропогенного загрязнения водной среды во многих регионах нашей страны.

Для повышения жизнестойкости рыб в раннем онтогенезе используют нейропептиды. Среди синтетических аналогов опиатного пептида наиболее эффективным регулятором, применяемым в рыбоводстве, является даларгин, впервые синтезированный в лабораторных условиях в СССР. В настоящее время в России он производится промышленностью, используется в медицине и рыбоводстве. Этот пептид повышает выживаемость икры, предличинок, личинок и молоди рыб, ускоряет темп роста, что приводит к увеличению прироста ихтиомассы выращиваемой рыбы, снижению затрат кормов, себестоимости рыбы. Воздействие даларгина в раннем эмбриогенезе увеличивает выживаемость эмбрионов и личинок разных видов рыб на 10-69%.

Для борьбы с сапролегниозом в эмбриональный и личиночный периоды развития рыб применяется ультрафиолетовое излучение. Во избежание развития патогенных грибов воду, поступающую в инкубационные аппараты, стерилизуют с помощью бактерицидных ламп или установок.

Другой тип излучения – низкоинтенсивное лазерное, также находит всё большее применение в рыбоводстве, поскольку позволяет повысить эффективность инкубации икры, исключает применение в профилактических целях химических веществ. Лазерное излучение, также как и синтетические нейропептиды, пример многофункционального экзогенного регулятора. Воздействие лазера на осетровых, лососевых, сиговых, карповых, окуневых и других рыб приводит к ускорению и синхронизации эмбриогенеза, стимуляции роста эмбрионов, увеличению их выживаемости, снижению доли аномальных предличинок после облучения неоплодотворённой икры, предотвращению развития сапролегниоза. Так, например, масса тела эмбрионов увеличивается на 13-38%, их длина – на 3-8%, уменьшается продолжительность вылупления в 2,0-2,5 раза, повышается выживаемость в 2-3 раза. Наиболее эффективное положительное действие оказывает красное излучение гелий-неонового лазера (632 нм) по сравнению с синим, зелёным и ультрафиолетовым.

Уход за икрой во время инкубации. Перед началом рыбоводного цикла все инкубационные аппараты необходимо отремонтировать и продезинфицировать свежим раствором хлорной извести, промыть водой, стены и пол вымыть 10%-ным известковым молоком.

В профилактических целях против поражения икры сапролегнией перед загрузкой в инкубационные аппараты её необходимо обработать 0,5%-ным раствором формалина в течение 30-60 с.

Уход за икрой в период инкубации заключается в наблюдении за температурой, концентрацией кислорода диоксида углерода, рН, проточностью, уровнем воды, световым режимом, состоянием эмбрионов, отборе мёртвых эмбрионов (специальным пинцетом, грохотками, грушами, сифоном); профилактической обработке по мере необходимости. Мёртвые икринки отличаются беловатым цветом.

При заилении икры лососевых проводят душевание. Его, так же как и отбор мёртвых эмбрионов, нужно проводить в периоды пониженной чувствительности.